Бакиров И. X., Равилов Р. X.
ФГОУ БПО «Казанская государственная академия ветеринарной медицины»
Хламидиоз среди мелких домашних животных достаточно распространённое заболевание, которое особенно распространено среди кошек. Заболевание может протекать без проявления основных клинических признаков, в скрытой форме с достаточно длительным персистированием возбудителя в организме животного, что создаёт благоприятные условия для поддержания интенсивности эпизоотического процесса.
Длительное бессимптомное течение и неспецифические симптомы заболевания затрудняют клиническую диагностику хламидиоза. Не всегда эффективны и традиционные иммунохимические или серологические методы анализа, т.к. хламидийная инфекция часто вызывает «неясный» иммунный ответ. Дороговизна, длительность и трудоемкость выделения возбудителя на куриных эмбрионах и в культурах клеток существенно затрудняют его использование в лабораторной диагностике, в частности в небольших ветеринарных клиниках и кабинетах.
Целью этого исследования было установить наличие циркулирующего эпизоотического процесса хламидиоза кошек.
Материалы и методы
Исследования проводили на базе ветеринарной клиники ЗАО «Айболит» г. Тюмени. В работе использованы 117 кошек поступивших в ветеринарную клинику с симптомами острого конъюнктивита в период с июня по октябрь 2007 года, среди всех поступивших кошек была зарегистрирована различная патология. В качестве диагностического теста использовали «Набор флуоресцирующих иммуноглобулинов и контрольных сывороток для диагностики хламидиозов», производства «ФЦТРБ-ВНИВИ» г.Казань.
Световую микроскопию производили с помощью светового микроскопа БИОЛАБ (Россия). С целью визуального обнаружения элементарных и ретикулярных телец хламидий, мазки-отпечатки с конъюнктивы глаза и тканей окрашивали по модифицированному методу Стемпа и Граму. В качестве достоверности и подтверждения полученных результатов осуществляли постановку биологической пробы на лабораторных белых мышах.
Результаты исследований
В результате проведенных исследований по индикации хламидий в клиническом материале, полученного от 117 кошек, поступивших в клинику, в РИФ положительный результат был установлен у 36 кошек (42,1%). Параллельно с РИФ мазки-отпечатки из конъюнктивы, реагировавшие в РИФ окрашивали по модифицированному методу Стемпа. Из 36 (42,1%) кошек реагировавших ранее в реакции иммунофлуоресценции, при окраске по Стемпу, хламидий обнаружили только у 14 (16,3%) кошек с симптомами острого конъюнктивита. Расхождения по результатам РИФ и световой микроскопии связано, скорее всего, с тем, что при световой микроскопии хламидий можно обнаружить только при их значительном количестве в клиническом материале — такое на практике бывает крайне редко.
Кроме того, положительные результаты люминесцентной микроскопии, иногда могут быть обусловлены одной или несколькими следующими причинами:
—ложноположительные результаты РИФ;
—субъективность оценки результатов РИФ;
— наличие у рептилий хламидий разных видов, которые не дают амплификацию специфичных фрагментов ДНК при использовании указанной выше тестсистемы;
— погрешности при взятии и первичной обработке проб для ПНР;
— другие причины.
У остальных кошек при световой микроскопии мазков-отпечатков, элементарные тельца хламидий обнаружены не были. Интересен и тот факт, что у животных, которые наблюдались в клинике с разнообразной патологией (без признаков конъюнктивита), при световой и люминесцентной микроскопии также выявлялись элементарные тельца и антиген хламидий соответственно, что может свидетельствовать об этиологической роли хламидий при различной патологии у кошек.
На основании результатов световой и люминесцентной микроскопии, для подтверждения хламидийной этиологии заболеваний у кошек была проведена биопроба на белых мышах. При постановке биологической пробы в качестве первичного инфекционного материала для заражения служили смывы с конъюнктивы. Были приготовлены суспензии, которые были обработаны антибиотиками, которые индеферентны в отношении хламидий. Заражение белых мышей производили интраназально и в брюшную полость по общепринятой методике, всего было заражено 25 мышей. В течение 15 дней после заражения гибели лабораторных животных не наблюдали. Спустя этот срок все белые мыши были убиты. Из органов и тканей белых мышей были приготовлены мазки-отпечатки и суспензии для заражения. При световой микроскопии в мазках-отпечатках, сделанных из органов и тканей, вынужденно убитых белых мышей, было обнаружено незначительное количество элементарных (окраска по модифицированному методу Стемпа) и ретикулярных телец (окраска по Грамму) хламидий.
Во втором пассаже также было использовано 25 белых мышей (интраназально и внутрибрюшинно). Гибель белых мышей во втором пассаже отмечалась на 8-10 день, при окраске мазков-отпечатков, полученных из паренхиматозных органов павших животных, были обнаружены и идентифицированы морфологические структуры хламидий.
Заключение
Таким образом, при мониторинге кошек, поступивших в ветеринарную клинику с симптомами острого конъюнктивита, в отношении хламидиоза, морфологические структуры и антиген возбудителя были обнаружены у 16,3% исследованных кошек. Все исследования подтверждены биологической пробой на белых мышах. Нашими исследованиями доказана циркуляция возбудителя хлдмидиоза у кошек в г.Тюмени.
журнал "ветеринарная клиника" февраль 2008